DS^TM5000

M1111/M1112

60次/60次×5

建議上樣量

3-5 μl/次?？筛鶕蠘涌状笮∵x擇合適上樣量。

DS^TM5000已預混上樣緩沖液，可直接進行電泳分析。

建議電泳條件

8 cm  1 %瓊脂糖凝膠，

1×TAE，7 V/cm，45 min。

保存

常溫保存3個月，長期保存請置于-20℃。

各條帶含量

指示帶     150 ng/5μl

非指示帶   75 ng/5μl

產品說明

DS^TM5000由9條雙鏈線狀DNA片段混合而成，適用于確定100 bp至5 kb的線性雙鏈DNA片段大小，指示帶為1000 bp，便于電泳后觀察。每條帶都通過嚴格的物理定量，可用于測定目的片段的大小和含量。

產品濃度為150 ng/μl。

條帶組成（bp）

100、250、500、750、1,000、1,500、2,000、3,000、5,000

注意事項

● 請選擇高品質的瓊脂糖，并及時更換電泳緩沖液。溶膠不充分會導致因膠濃度不均而出現電泳條帶異常；陳舊的緩沖液離子緩沖能力不足，可能導致Marker條帶泳動緩慢，并伴隨彌散現象。

● 膠濃度、電壓、電泳時間是影響DNA片段分離的主要因素，為獲得最佳電泳分離效果，建議按照東盛推薦的條件進行電泳分析。

● 上樣量的多少取決于樣品的濃度與加樣孔的大小。由于東盛Marker的濃度較高，通常對于寬3mm（厚0.75-1mm）的加樣孔，建議上樣2-3 μl，對于寬5mm（厚0.75-1.5mm）的加樣孔，建議上樣4-6 μl。過多的上樣量可能導致條帶相互擠壓，分散不充分，跑不開，影響條帶分離效果。

● 使用本產品進行定量分析時，可將目的片段做梯度上樣，選擇亮度與Marker條帶最為接近的片段進行分析。

● 進行PAGE膠電泳分析時，建議取0.5-1 μl Marker并用1×loading buffer稀釋到適當體積上樣。

●  對于非變性凝膠電泳，Marker是否需要DNA變性?

答：本公司Marker產品中只有Lambda DNA Marker為質粒酶切產物，在電泳上樣前如加熱處理可獲得最佳效果，其余產品均不需點樣前加熱處理；另外電壓太高也會使凝膠過熱和DNA變性造成帶型異常。

●  當DNA停留在凝膠點樣孔處時該怎么辦？

答：檢查膠濃度是否在適合分離DNA片段的范圍，點樣孔是否高質，確保電泳的正負極正確，檢查電泳緩沖液是否具有緩沖能力，確保DNA樣品的純度，如進行PCR產物的純化，確保樣本中沒有或只存在少量的DNA結合蛋白或其他可與DNA結合的化合物。

●  為什么DNA條帶不理想？

答：影響電泳條帶的因素很多，如凝膠種類或濃度不合適，質量不佳；上樣量過多或過少；樣本的純度不高，鹽濃度過高；電泳緩沖液緩沖能力不足，有核酸酶污染；電泳條件不正確；染色不充分或不均勻；跑膠后沒有及時拍照。

●  為什么定量數據不正確以及如何準確定量樣品？

答：樣品和Marker的上樣條件不同，參考條帶不正確，凝膠的不均勻染色或背景過高都會干擾凝膠定量結果。樣品DNA和Marker DNA在電泳前選用相同的上樣染料處理，調整樣品濃度，使其在凝膠中的含量與分子量最接近標準DNA條帶，樣品DNA和Marker的上樣體積盡量接近，樣品用1×上樣緩沖液稀釋；定量時以分子量最接近的標準條帶為參照物，分析樣品條帶的含量；利用凝膠圖像分析軟件，如SensiAnsys可對DNA進行準確定量，比目測條帶方法更精確。

●  為什么在變性聚丙烯酰胺/尿素凝膠里電泳時會出現雜帶？

答：一般來說，雙鏈DNA Marker不推薦用于變性電泳，否則會產生非正常帶型，即出現所謂的雜帶。這種出現異型帶的現象，在100 bp以下的條帶極易發生。當您的實驗不可避免的要使用變性聚丙烯酰胺/尿素凝膠進行電泳時，我們建議，將樣品和Marker選用同樣的變性上樣緩沖液進行變性處理后上樣，以消除二級結構。